导语
本研究从病理学HE染色图像对照，血液生化结果和TTC、Nissl及TUNEL染色等角度论证了氢气处理后大鼠的脑梗塞体积、神经元形态和神经元凋亡的显著改善。吸入水电解制备的氢气减少了炎症因子浓度，对大鼠脑缺血再灌注损伤具有抑制氧化应激和炎症作用的神经保护效应，是临床上能的新的氢气资源。
本研究使用AMS-H-01氢氧气雾化机（潓美科技，中国上海）通过电解水制备氢气，包含66.7%的H2和33.3%的O2的混合气体。根据机器的说明，产生混合气体为3.0L/min。没有用于临时存储的高压缸，水电解制备的气体直接引入封闭室中，用于吸入。使用透明的封闭盒（20×18×15cm，长×宽×高）作为大鼠的气体吸入室。
潓美医疗科技
中文翻译
吸入水电解氢气改善大鼠脑缺血再灌注损伤-
一种新的可能用于临床应用的氢气资源
CUIJIN,a+CHENXIAO,b+ZHAIXIAO,aSHIDONGCHEN,aZHANGRONGJIA,dZHIXIN,aLIXIAOQUN,aGUZHENGRONG,bCAOLIEHU,bWENGWEIZONG,bZHANGJUN,bWANGLIPING,eSUNXUEJUN,dJIFANG,bHOUJIONGc*ANDSUJIACANb*
a中国上海第二医院研究生管理科
b第二医院骨科
c第二医院麻醉科
d第二军医大学海军航空医学系
e医院麻醉科
摘要
氢气是一种具有选择性中和活性氧的惰性气体。以往的研究证明，低浓度氢气可用于改善脑缺血再灌注损伤。水电解的氢气具有66.7％的氢浓度，比以往研究中所使用的浓度高的多。水电解是常规临床使用的潜在的新的氢资源。本研究旨在测定水电解氢的安全性和神经保护作用。使用斯普拉格-杜勒鼠（Sprague-Dawley大鼠）作为实验动物，并且使用大脑中动脉闭塞来制造脑缺血再灌注模型。病理学上，吸入氢气组的大鼠组织与HE染色图像中的对照组相比没有显著差异。血液生化结果与HE染色结果相符。TTC、Nissl和TUNEL染色显示了用氢气处理的大鼠的梗塞体积、神经元形态和神经元凋亡的显著改善。从生化角度而言，吸入氢气减少了脑半胱氨酸蛋白酶-3、3-硝基酪氨酸和8-羟基-2-脱氧鸟苷阳性细胞和炎症因子浓度。吸入水电解氢气对大鼠脑缺血再灌注损伤具有抑制氧化应激和炎症作用的神经保护效应，是临床上（在床边）用电解水制备的可能的新的氢气资源。
引言
脑缺血再灌注（I/R）损伤与卒中密切相关，卒中是一种严重的脑血流量不足的疾病。大量死亡是由卒中引起的（Ono等，）。当卒中患者接受快速脑血液再灌注治疗时，可能会发生缺血再灌注损伤（Srivastava人，；Huang等人，）。由于脑血液再灌注是没有其他有效替代的卒中的标准疗法，因此找到缺血再灌注损伤的有效疗法是非常重要的。找出脑缺血再灌注损伤的确切机制不太容易，因为的确非常复杂，有很多相关因素，诸如氧化应激、炎症、免疫、细胞凋亡和自噬等。人们认为，包括活性氧（ROS）增加的氧化应激效应与缺血再灌注损伤的病理生理学相关。活性氧的作用之一是改变蛋白质、脂质和DNA的化学结构，如果不能有效地清除活性氧，则会造成损害。另一方面，活性氧也可以在缺血发作后触发细胞凋亡的链式反应（Broughton等人，）。活性氧可能会提高炎性细胞因子的表达，炎症随后爆发（Lakhan等人，）。总之，氧化应激导致缺血再灌注损伤后的一系列复杂的生物化学级联反应，这将最终加剧卒中的损害（Piotrowska等人，）。
近年来，氢气被认为是一种新的抗氧化剂，并且已经证明氢分子（H2）可以有效地保护各种缺血再灌注损伤（Ohsawa等人，）。许多研究表明氢气选择性地中和几种确定的活性氧，即过氧亚硝酸阴离子（ONOO-）和羟基（OH）（Yu等人，；Hong等人，），并保护组织免受氧化应激和炎症性级联反应损伤（Ono等人，；Kawamura等人，）。吸入氢气（2%，4%）和摄入富氢生理盐水都是有效的。
然而，在日常实践中，水电解是获得氢气的最便捷手段，理论上说，制备的氢气浓度比以前使用的高的多。我们假定通过水电解制备氢气可以抑制氧化应激和炎症，从而改善大鼠脑缺血再灌注损伤。
实验步骤
动物准备
动物模型方案由第二军医大学的动物管理委员会批准，符合美国国立卫生研究院用于研究的动物的指导方针。雄性Sprague-Dawley大鼠（-g）均由第二军医大学实验动物中心提供。将动物饲养在相对舒适的环境中，具有12小时光-暗周期的温控的动物房中，可自由获得食物和水。实验前，为大鼠提供7天适应环境的时间。
样本量计算
样本量计算是基于我们对90％检验效能（或把握度）和5％的1型错误风险的初步实验。每个实验组五只大鼠足以检测组间差异。在总共80只大鼠中允许30％的死亡和排除率。公式如下：
研究组设计
将80只雄性Sprague-Dawley大鼠随机分为以下四组，每组20只：假手术（Sham）组（Sham，n=20），缺血再灌注损伤组（MCAO-大脑中动脉闭塞，n=20），氢氧气组（HO，n=20），氮氧气体组（NO，n=20）。在再灌注后立即吸入气体：HO组中的大鼠吸入由66.7%H2和33.3%O2（vol/vol）组成的混合气体2小时；NO组大鼠吸入由66.7%N2和33.3%O2（vol/vol）组成的混合气体2小时。
气体摄入
66.7%的N2和33.3%的O2组成的混合气体预先储存在钢制气瓶中，用AMS-H-01型氢氧气雾化机（潓美科技，中国上海）通过电解水制备氢气，包含66.7%的H2和33.3%的O2的混合气体。根据机器的说明，产生混合气体的能力为3.0L/min。没有用于临时存储的高压缸，水电解制备的气体直接引入封闭室中，用于吸入。使用透明的封闭盒（20×18×15cm，长×宽×高）作为大鼠的气体吸入室。实验之前，我们用混合气注满盒子，持续30分钟以便替换盒中的空气。每个实验期间，使用热示踪GC超气相色谱（ThermoFisher，MA，USA）监测盒子中氢气的浓度。
安全性评价和氢气浓度试验
在主要研究之前，我们对氢氧气进行了安全性研究。将20只雄性Sprague-Dawley大鼠随机分为两组，实验组（氢，n=10）和对照组（对照，n=10）。大鼠在实验组吸入氢氧气2小时。对照组的大鼠在相同环境中吸入正常空气。采血进行ALT（丙氨酸转氨酶）、AST（天冬氨酸转氨酶）、BUN（血液尿素氮）和Cr（肌酐）检查。在多聚甲醛灌注后采集脑、肝和一个肾进行病理检查。对于氢浓度试验，用U/g剂量的肝素（U/ml）预处理大鼠。在吸入氢气后立即采集血、脑和肝，以测试氢气浓度。
大脑中动脉闭塞模型建立
将氯水合物（Fortuneibo-TechCo,.Ltd.，中国）的10%溶液用于实验动物麻醉。使用管腔内单丝进行大脑中动脉闭塞（MCAO）和之后的再灌注手术（Li等人，）。通过颈内动脉（ICA）进行大脑中动脉的闭塞。确定颈内动脉（ICA）的第一翼腭动脉，并用动脉夹闭塞。然后在右外颈动脉（ECA）上做一个小切口，通过该切口将单丝缝合线从分叉处插入颈内动脉（ICA）约18-20mm。在该过程中，右颈总动脉闭塞，并在手术结束时与颈内动脉（ICA）的翼腭动脉一起灌注。手术期间和术后使用保温垫（TC-0，ManPuBiotechnologyCo,.Ltd.，中国）保持动物体温39℃。使用多普勒激光血流计（Periflux，Perimed，Sweden）检测闭塞和再灌注状况。
梗塞体积测量
24小时再灌注后，采集大脑用于2，3，5-三苯基氯化四氮唑（TTC）染色（Xie等人，）。将脑切成2-mm切片，然后在37℃、2%的TTC溶液中浸泡30分钟。用高分辨率数字照相机（SONYDSC-W）拍照之前，用多聚甲醛溶液（4%）固定染色的切片。用图像分析软件Image-Pro（Huang等人，）进行梗塞测量。并使用Swanson方法（Swanson等人，）进行梗塞体积计算。采用梗塞百分比而不是绝对的梗塞体积进行梗塞评价。
采用尼氏（Nissl）染色的病理学检查
24小时再灌注期后，采集脑部进行病理检查。将大脑取出动物体外之前，用生理盐水和4%多聚甲醛灌注大鼠。从动物体内取出大脑后，将它们浸入4%多聚甲醛中48小时，以准备石蜡切片工艺。采集视神经交叉和乳头体之间的脑样品，以制备5-lm切片，根据制造商的说明书，用1%甲苯胺蓝进行Nissl染色。观察每只动物的新皮层和海马体切片并拍照用于细胞计数。
原位末端标记法（TUNEL）染色
对于TUNEL检测，根据原位细胞凋亡检测试剂盒（Roche）处理组织切片。简言之，将切片在37℃下用蛋白酶K培养10分钟。将切片分别在37℃下在含有（末端脱氧核糖核酸转移酶）TdT和DIGdUTP的TUNEL反应混合物中培养3小时，在37℃下抗DIG-dUTP中培养2小时，然后在37℃下用SABC-FITC+POD培养30分钟。对于阴性对照，在不含TdT的情况下培养切片。将载玻片与4，6，含二脒基-2-苯基吲哚（DAPI）的培养基一起培养。在荧光显微镜（OlympusDP80）下检测TUNEL染色，并在40个不重叠的高倍视野中计数半影区中每mm2的TUNEL阳性细胞。
通过免疫组织化学检测胱天蛋白酶-3，8-羟基-2-脱氧鸟苷（8-OHdG）和3-硝基酪氨酸（3-NT）
将石蜡切片工艺后的脑样品切成5-lm切片。第一步是在二甲苯中脱石蜡，用不同等级的乙醇再水合。然后将切片在37℃下用10μg/ml蛋白酶K预处理30分钟。为了阻断免疫球蛋白的非特异性结合，将切片在10%牛血清白蛋白中培养。然后使用抗caspase-3（1:，Abcam）、抗-8-OHdG（1:，Abcam）和抗3-NT（1:，Abcam）在室温下过夜培养切片。与第二抗体孵育1小时后，切片最后与二氨基联苯胺培养30分钟。用放大倍数（×40）照相后，使用Image-Pro软件在每个视野中计数半胱天冬酶3，8-OHdG-和3-NT阳性细胞。
通过酶联免疫吸附测定（ELISA）测量IL-1β，IL-6和TNF-α
将大脑皮层在冰生理盐水中匀浆，然后在4℃下以15,g离心分离5分钟。使用鼠类的TNF-α和IL-6特异性的酶联免疫吸附测定（ELISA）试剂盒，按照制造商的说明书指导，测定TNF-α和IL-6水平。
统计分析
使用软件IBMSPSSStatistics21进行统计分析。所有结果都显示在散点图中，点和线为中值。将两组（对照组和氢气组）之间的差异与Mann-WhitneyU试验进行比较，将超过两组（Sham-假手术组，MCAO-大脑中动脉闭塞组，HO-氢氧气组和NO氮氧气组）之间的差异与Kruskal-Wallis检测对比，随后是Dunn-Bonferroni事后法的多重比较。P≤0.05具有统计学意义。
结果
安全性评价和氢气浓度试验
如图1A所示，在氢气组中没有显著的病理损伤。根据生化评价，AST（U=5.，P0.05），ALT（U=11.，P0.05），Cr（U=6.，P0.05），BUN（U=6.，P0.05）等在对照组和氢气组之间的浓度没有显著的差别（图1B）。在血液（U=0.，P≤0.05），脑（U=0.，≤0.05）和肝脏（U=0.，P≤0.05）中氢气浓度显著增加（图1C）。
图1：HE染色（苏木精—伊红染色法）和血液生化结果。（A）脑、肝和肾的HE染色的典型切片。（B）Cr、BUN、ALT和AST的含量，这三种元素（ASTU=5.，P0.05，ALTU=11.，P0.05，CrU=6.，P0.05，BUNU=6.，P0.05）含量在对照组（n=4）和氢气组（n=4）之间没有显着差异。（C）血液、脑和肝的氢浓度，与对照组（n=3）相比，氢组（n=3）的氢浓度显著增加（血液U=0.，P≤0.05，脑U=0.，P≤0.05，肝U=0.，P≤0.05）。α水平的符号：*（0.05），**（0.01），+（0.），++（0.）。
TTC染色
用尸体解剖TTC染色来测定梗塞体积（图2A，H=16.，P≤0.，自由度=3）。MCAO组梗塞比为30.00±3.70%，NO组为24.66±5.59%，HO组为11.43±3.04%。MCAO组大鼠梗塞体积明显高于Sham组（U=-3.，P≤0.）。与MCAO组（U=2.，P≤0.05）相比，吸入氢气显著降低梗塞体积。在假手术（Sham）组中没有观察到脑梗塞（图2A，B）。
Nissl染色
样品的Nissl染色示于图2C。Sham组中的大鼠具有丰富的Nissl体的神经元和正常结构，清楚、完整，胞浆丰富。缺血再灌注过程损坏了神经元的正常结构，并减少了MCAO组中Nissl体的数量。吸入氢气保护了缺血再灌注的损伤，而吸入氮氧气却没有。计数Nissl阳性细胞的数量，结果示于图2D（非参数统计自由度=3。在新皮质中，H=13.，P≤0.，具体地讲，H=3.，+P≤0.HO组vs.MCAO组，H=3.，+P≤0.vs.NO组，H=2.，*P≤0.05Sham组vs.MCAO组，H=0.，P0.05MCAO组vs.NO组。海马体中，H=11.，P≤0.01，具体讲，H=2.，*P≤0.05HO组vs.MCAO组，H=2.，**P≤0.01HO组vs.NO组，H=3.，+P≤0.Sham组vs.MCAO组；H=-0.，P0.05MCAO组vs.NO组）（图2D）。
图2：形态学结果。（A）TTC染色的典型切片。（B）脑的梗塞比（n=5每组）。HO组（13.0%）和MCAO组（29.0%）的中值之间存在显着差异，H（3）=2.，++P≤0.。（C，D）Nissl染色的大脑新皮层和海马体在两个不同的原始放大倍数（×10和×40，n=5每组）。在新大脑皮层和海马体中，HO组和MCAO组的中值之间存在显著差异。α水平的符号：*（0.05），**（0.01），*（0.），**（0.）。
TUNEL染色
在24小时再灌注后，采集样品用于TUNEL染色，结果示于图3。在更高的放大倍数下，半影中TUNEL阳性神经元的数量在MCAO组中增加（图3A）。氢气吸入显著减少了凋亡神经元的数量，而氮氧气吸入却没有。DAPI图像显示细胞核，合并的图像有助于区分假阳性TUNEL信号（H=14.，P≤0.，非参数统计自由度=3，具体来说，H=-3.，++P≤0.HO组vs.MCAO组，H=-2.，**P≤0.01HO组vs.NO组，H=-2.，**P60.01Sham组vs.MCAO组，P0.05MCAO组vs.NO组。）（图3B）。
胱天蛋白酶-3活性
图3C显示用于测定胱天蛋白酶-3活性的免疫组织化学的图像，四组中阳性细胞的数目示于图3D中。MCAO组中阳性细胞数量显著增加，与MCAO组相比，吸入氢气显著降低HO组中胱天蛋白酶-3阳性细胞数，而在MCAO组和和NO组中没有显著的差异。（在新皮层中，H=13.，P≤0.，具体来说，H=-2.，**P≤0.01HO组vs.MCAO组，H=-2.，*P≤0.05HO组vs.NO组，H=-3.，+P≤0.05Sham组vs.MCAO组，H=0.，P0.05MCAO组vs.NO组。海马体中，H=11.,，P≤0.01，具体来说，H=-2.,*P≤0.05HO组vs.MCAO组，-2.，*P≤0.05HO组vs.NO组，H=-2.，+P≤0.Sham组vs.MCAO组；H=-0.，P0.05MCAO组vs.NO组。）
图3：凋亡评估。（A，C）TUNEL染色的大脑皮层和海马体在两个不同的原始放大倍数（×10和×40，n=5每组）。HO组和MCAO组的中值有显著性差异；（B，D）大脑皮层和海马体的caspase-3的典型免疫组织化学在两种不同的原始放大倍数（×10和×40，n=5每组）。新大脑皮层和海马体中，HO组和MCAO组的中值之间存在显着差异。α水平的符号：*（0.05），**（0.01），+（0.），++（0.）。
测定8-OHdG和3-NT
图4A，B显示四组的8-OHdG活性。如图4B所示，与Sham组相比，MCAO组和NO组中8-OHdG-阳性细胞的数目显著增加，HO组获得的8-OHdG-阳性细胞少了很多（非参数统计自由度=3。在新皮质中，H=11.，P≤0.01，具体来说，H=-2.，*P≤0.05HO组vs.MCAO组，H=-2.，**P≤0.01HO组vs.NO组，H=-2.，*P≤0.05Sham组vs.MCAO组，H=-0.，P0.05MCAO组VS.NO组。海马体中，H=10.，P≤0.05，具体为H=-2.，*P≤0.05HO组vs.MCAO组，H=-1.，*P≤0.05HO组vs.NO组，H=-3.，++P≤0.Sham组vs.MCAO组，H=0.，P0.05MCAO组vs.NO组。
根据图4C，D，3-NT活性的结果与8-OHdG活性的结果相似。HO组3-NT阳性细胞数明显少于MCAO组和NO组，远远大于Sham组，而在MCAO组和NO组中，无显著差异。（非参数统计自由度=3。在新皮质中，H=9.，P≤0.05，具体来说，H=-2.，**P≤0.01，HO组vs.MCAO组，H=-2.，*P≤0.05HO组vs.NO组，H=-3.，+P≤0.05Sham组vs.MCAO组，H=0.，P0.05MCAO组vs.NO组。海马提中，H=10.，P≤0.05，具体地，H=-2.，*P≤0.05HO组vs.MCAO组，H=-2.，*P≤0.05HO组vs.NO组，H=-2.，*P≤0.05Sham组vs.MCAO组；H=-0.，P0.05MCAO组vs.NO组）。
图4：测定8-OHdG，3-NT。（A，C）两种不同的原始放大倍数（×10和×40，n=5每组）的大脑新皮层和海马体的8-OHdG的典型免疫组织化学。在新皮层和海马体中，HO组和MCAO组的中值之间存在显著差异。（B，D）两种不同的原始放大倍数（×10和×40，n=5每组）的大脑新皮层和海马体的3-NT的典型免疫组织化学。大脑新皮层和海马体中，HO组和MCAO组的中值之间存在显著差异。α水平的符号：*（0.05），**（0.01），+（0.），++（0.）。
IL-1β，IL-6和TNF-α的含量
根据图5，炎症细胞因子的含量证实了免疫组织化学结果。与Sham组相比，IL-1β，IL-6和TNF-α的含量水平显著升高，吸入氢气减少了（该含量）促进作用，而氮气吸入则无该作用（非参数统计自由度=3，IL-1β：H=16.，P≤0.，具体来说，IL-6：H=13.，P≤0.；TNF-α：H=15.，P≤0.，具体来说，MCAO组中炎症细胞因子的含量与Sham组相比显著升高，各自如下：H=-2.，*P≤0.05，H=-1.，*P≤0.05，H=-2.，*P≤0.05；HO组的炎症细胞因子含量低于MCAO，各自如下：H=3.，++P≤0.，H=2.，*P≤0.05，H=2.，**P≤0.01；少于NO组，各自为：H=-3.，++P≤0.，H=≤3.，+P≤0.，H=-3.，++P≤0.；MCAO组与NO组比较无显著差异。
图5：炎性细胞因子的测定。（A，B，C）IL-1β，IL-6和TNF-α的含量（n=5每组）。与Sham组相比，MCAO组炎症细胞因子的含量显著升高；HO组的炎症细胞因子含量低于MCAO和NO组；MCAO组和NO组之间没有显著差异。α水平的符号：*（0.05），**（0.01），+（0.），++（0.）。
讨论
根据本研究，我们可以得出结论：吸入水电解制备的氢气在几个方面保护大鼠脑缺血再灌注（I/R）损伤，包括减少梗塞体积、改善神经元凋亡、减少氧化应激和炎症指标。
每年，许多人因卒中而死，卒中给人们和社会带来死亡、残疾和沉重的负担（Murray和Lopez，年）。由阻塞（血栓形成，动脉栓塞）引起的局部缺血（缺乏血流）的缺血可导致由缺氧引起的急性脑功能障碍（Sims和Muyderman，）。在脑缺血期间，部分或完全切断脑区中的脑血流量一段时间之后，自发或人为地进行再灌注。随着氧气供应的恢复，酶催氧化作用产生活性氧，氧化应激产生（Boveris和Chance，1）。
人们人为，氧化应激是缺血再灌注损伤整个过程的关键因素。脂质过氧化和DNA氧化是活性氧的氨基酸释放和特异性基因表达增强的结果，从而导致神经元的凋亡（Kuroda和Siesjo，；Chan，1）。保护神经元凋亡的方法之一是使用抗氧化剂，有几种已被证明是确实有效的（Green和Simpkins，0）。8-OHdG的积累是DNA脱氧鸟苷残留的羟基化的证据，其类似于3-NT的积累（Nagayama等人，0）。TUNEL阳性和Caspase-3阳性细胞的数量可以代表神经元凋亡的水平。根据本研究的结果，与MCAO组相比，吸入水电解氢气降低了HO组中的8-OHdG、3-NT、Caspase-3和TUNEL-阳性细胞的水平。
炎症是缺血再灌注损伤的另一密切相关因素（Bae等人，）。最初的氧化应激损伤导致炎症级联反应的开始，从而提高炎性细胞因子水平，并引起细胞死亡和氧化应激损伤的扩张。因此，抑制炎症可能有益于保护缺血再灌注损伤。在本研究中，我们测定了几种炎症细胞因子的浓度，包括IL-1β，IL-6和TNF-α，从而观察水电解氢气的抗炎作用。正如我们假定的，与MCAO组相比，HO组中吸入氢气降低了IL-1β，IL-6和TNF-α的水平。
TTC和Nissl染色显示梗塞体积和神经元坏死的显著减少。结合在氮氧组中没有出现任何上述显著效应，我们可以得出结论：既不是氮也不是氧，是电解产生的氢气，通过对氧化应激和炎症的抑制作用，改善大鼠的脑缺血再灌注损伤。
氢气是一种无色无味的气体，由世界上最简单的分子组成。并且证明氢气可以选择性中和活性氧。具体来说，氢气可选择性地还原羟基自由基和过氧亚硝酸根阴离子，使得氢气有效地保护脑和肝脏中的缺血再灌注损伤（Fukuda等人，；Ohsawa等人，）。许多研究证明氢气对肠缺血再灌注损伤（Zheng等人，），肺缺血再灌注损伤（Zheng等人，），心肌缺血再灌注损伤（Sun等人，），2型糖尿病（Kajiyama等人，）和肝性脑病（Qu和Lu，）等疾病以各种不同的模式表现出保护效应。更重要的是，近年来已证明氢气对神经系统有保护作用，特别是对脑损伤，如新生儿缺氧/缺血（Cai等人，）和局灶性（Liu等人，）和全脑（Nagatani等人，）脑缺血再灌注。此外，吸入氢气还对肠移植后的炎症损伤具有保护作用（Ohta，）。
与以前报道的氢气资源相比，水电解制备的氢具有如下优点：1、它是制备于纯净蒸馏水的天然氢，而非用金属和工业酸的化学反应所制备。2、浓度高的多。3、制备便捷。4、比我们推测的要安全的多。理论上说，66.7%的浓度在氢气的爆炸极限内。然而，实践应用却是非常安全的，在整个制备过程和未来的临床实践中，高浓度的氢气保存在受限的空间（如面罩或小盒内）用于吸入。一旦气体溢出，将被迅速稀释到比爆炸极限浓度低的多的范围内。5、成本比以前低的多。6、临床使用方便，因为氢氧气雾化机直接向患者输送氢气，而不是通过高压气瓶；机器体积小，可移动。便携式设备足以取代老式气瓶，从而在床边吸入氢气。
我们的研究还有一些局限性。我们不知道安全使用混合吸入气体的空间容积的确切下限。此外，仍需要临床试验证明水的临床安全性。
结论
总之，我们证明了水电解制备的氢气通过抑制氧化应激和炎症，改善大鼠脑缺血再灌注损伤，从而证实了氢气的生物效应，并提出了新的、有前景的氢气资源的临床使用。然而实验室研究并不足以将氢气推进到临床病房，仍需更多的临床试验来证明在床边使用电解氢气的临床安全性和保护效应。
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